Laurent Héliot

L'équipe biophotonique que j'anime développe depuis 10 ans des outils permettant d'étudier la dynamique d'assemblage des protéines en cellule vivante. Nous nous intéressons en particulier à des complexes participant à la régulation de la transcription. Nous avons également appliqué ces méthodes pour l’étude des voies de trafic et de signalisation cellulaire dans le cadre de collaborations.

La mesure du transfert d'énergie non radiative entre deux fluorophores situés à moins de 5-10 nm permet de sonder directement les interactions moléculaires dans les cellules vivantes (technique : Förster Resonance Energy Transfer, FRET). Les méthodes les plus performantes pour mesurer ce transfert reposent sur la détection du temps de vie de fluorescence (Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy, FLIM). Depuis 2006, nous avons développé et mis en oeuvre deux techniques complémentaires de mesure du temps de vie (Waharte et al., 2006 ; Leray et al., 2009). Dans un grand nombre de cas, ces outils ont montré toute leur pertinence (Camuzeaux et al, 2005, Misserey- Lenkei et al., 2007, Karpova et al, 2008, Marcon et al., 2009 ; Yockell-Lelièvre et al., 2009 ; Marcon et al., 2010 ; Popescu et al., 2011, Gidon et al., 2012). Cependant, l’interprétation des données de FLIM reste ambigüe en raison de la complexité et de la dynamique des assemblages moléculaires impliqués. Nous développons de nouvelles techniques de microscopie multimodale afin de dépasser ces limites. Nous avons donc ajouté sur notre microscope multimodal des outils de mesure de dynamique moléculaire par spectroscopie de corrélation de fluorescence (Fluorescence Correlation Spectroscopy, FCS). La FCS permet d’obtenir des informations sur le mouvement des molécules et leur dynamique d’interaction. Nous travaillons actuellement à corréler ces données FCS avec les mesures de FLIM. Nous avons développé depuis 2010 différents outils permettant de travailler à partir d’un faible nombre de photons (Leray et al., 2011 ; Trinel et al., 2011) et mis en place une méthode sans ajustement afin de simplifier et d’améliorer l’interprétation du FRET (Leray et al. 2012, 2013, 2014). Nous avons également travaillé sur l’optimisation des procédures de marquage de protéines avec des reporters fluorescents, en place une collaboration avec Franck Riquet (EA4479, Lille1) et l’équipe de Peter Vandenabeele (DMBR/VIB Gand), afin de construire de nouveaux biosenseurs pour la mesure d’activité de kinases dans les processus de stress (processus réversible) et de mort cellulaire contrôlé (processus irréversible) (Sipieter et al., 2013).

Nos études visent à comprendre les mécanismes de régulation de la transcription des gènes dans le noyau cellulaire. Celle-ci repose sur l’assemblage dynamique et régulé de complexes protéiques spécifiques, et constitue une des questions majeures de la biologie post-génomique. Cette étude nécessite la mise au point de nouvelles méthodes quantitatives afin d’analyser les équilibres entre les sous-unités des complexes et la dynamique d’échange des partenaires. Nous poursuivons ces travaux en collaboration avec les équipes d’Olivier Bensaude et de Xavier Darzacq (ENS, Paris), dans le cadre d’un projet ANR 2012-2015 portant sur l’étude de la régulation de la transcription par un petit complexe protéique (P-TEFb). Nous développons également ces méthodes au travers de deux autres projets ANR l'un sur l'étude de systèmes de glycosylation et l'autre le développement de nouvelle stratégie de biosenseurs pour les voies de signalisation kinasiques.